Исследование механизма транспорта хлорид-иона галородопсином и бактериородопсином

Тип работы:
Диссертация
Предмет:
Биохимия
Страниц:
124
Узнать стоимость новой

Детальная информация о работе

Выдержка из работы

Светозависимые протонная помпа — бактериородопсин (БР) из На1оЬас1епит 8а1тапит и хлоридная помпа — галородопсин (ГР) из АЫгопоЬаМегшт ркагаота являются представителями мембранных белков, осуществляющих активный транспорт и создающих на мембране электрохимический градиент переносимых ионов. Фотоактивность обоих белков обусловлена наличием хромофорной группы — ретиналя.

Поглощение кванта света ретиналем вызывает цикл превращений молекулы БР. При этом спектр поглощения БР последовательно изменяется, то есть образуется набор спектральных форм (или интермедиатов), которые отражают зарядовые и структурные изменения молекулы БР в процессе переноса протона в экстрацеллюлярном направлении.

Подобные фотоиндуцированные превращения испытывает и ГР, однако его фотоцикл сопровождается переносом хлорид-иона в цитоплазматическом направлении. Таким образом, ГР заряжает клеточную мембрану с той же полярностью, что и БР.

Важен тот факт, что трансмембранный перенос ионов сопровождается генерацией разности электрических потенциалов на мембране, измеряя которую можно определять внутрибелковые перемещения заряда на разных стадиях фотоцикла.

По сравнению с достаточно хорошо изученным БР, ГР исследован значительно меньше: неизвестен механизм и путь переноса СГ внутри белка, не сложилось общее мнение о количестве сайтов связывания хлора, информация о фотоцикле ГР очень противоречива, и нет общего согласия даже о количестве интермедиатов и порядке их в фотоцикле.

Интерес к изучению этих белков сохраняется в течение уже многих лет, и даже вырос после того, когда были опубликованы первые работы, доказывающие возможность при определенных условиях взаимопревращения протонного/анионного транспорта в БР и ГР (Sasaki et al., 1995- Varo et al., 1996). Они показали, что принципы функционирования разных ионных насосов сходны между собой. Оказалось, что мутанты БР D85S и D85T способны, подобно ГР, к трансмембранному переносу хлорид-иона в направлении цитоплазмы (Sasaki et al., 1995- Brown et al., 1996- Haupts et al., 1996).

Согласно работам группы Дера (Der et al., 1989- Der et al., 1991) кислотная пурпурная форма БР дикого типа при фотовозбуждении может транспортировать СГ в цитоплазматическом направлении. Однако, Мольтке и Хейн в своей работе (Moltke & Heyn, 1995) не подтверждают эту гипотезу.

Целью настоящей работы являлось выявление и исследование электрогенных стадий транспорта ионов хлора галородопсином в комплексе с изучением его спектральных преобразований, а также исследование хлорзависимых электрогенных процессов в бактериородопсине дикого типа, наблюдаемых при низких значениях pH, и мутантах бактериородопсина по Asp-85, у которых предположительно появляется светозависимый транспорт ионов хлора.

выводы

1. Впервые исследована кинетика фотоэлектрической активности галородопсина из Ма1гопоЬас1епит ркагаотх методом прямой регистрации разности электрических потенциалов на мембране. Показано, что основные временные константы электрогенеза галородопсина не зависят от концентрации ионов хлора.

2. Распад единственного хлорзависимого интермедиата О галородопсина, которому в литературе приписывался акт переноса аниона хлора от экстрацеллюлярной поверхности мембраны к сайту связывания вблизи основания Шиффа, является неэлектрогенным.

3. В бесхлорной среде световая адаптация галородопсина, понижение рН, а также понижение ионной силы, приводят к существенному увеличению доли формы 13-цис. Повышение концентрации анионов хлора при нейтральных значениях рН и низкой ионной силе приводит к обратному смещению равновесия в сторону полностъю-транс изомера.

4. Дано объяснение наблюдаемых противоречий (смещение максимума поглощения в красную область при связывании аниона хлора у галородопсина НаЬЬа^епит ьаИпагшт) в поведении спектров галородопсина при изменении концентрации анионов хлора в терминах переходов между спектрально-различными формами галородопсина 13-цис и полностъю-транс.

5. Фотоэлектрические ответы мутантов Э858 и Б85Т и синей кислотной формы бактериородопсина в отсутствие анионов хлора сходны и отражают внутрибелковое перераспределение зарядов, индуцируемое изомеризацией ретиналя. Связывание хлорид-иона этими формами вызывает образование сходных электрогенных стадий, по всей видимости, связанных с трансмембранным переносом ионов хлора в цитоплазматическом направлении. Эффективность этой транслокации не превышает 15, 8 и 3%, соответственно, для 085 Т, Б858 и пурпурной кислотной формы дикого типа от протонного транспорта нейтральной формы бактериородопсина.

6. В результате совместного анализа кинетик спектров интермедиатов, электрогенеза и литературных данных предложена непротиворечивая модель функционирования галородопсина, согласно которой в процессе транспорта принимают участие три аниона хлора. В основном состоянии два аниона связаны галородопсином в стационарных сайтах связывания: одном внутреннем (около основания Шиффа) и втором — наружном (на экстрацеллюлярной поверхности молекулы белка). При этом выброс аниона хлора из сайта связывания вблизи основания Шиффа в водную фазу осуществляется за счет воздействия конформационных перемещений а-спирали Б.

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ И СОКРАЩЕНИЙ

А — поглощение

Б — оптическая плотность

V — напряжение

I — время

8 — коэффициент молярной экстинкции т — характеристическое время, за которое амплитуда сигнала меняется в е раз

X — длина волны

А. тах — максимум спектра абсорбции

Ко — константа связывания СГ

СКФ — синяя кислотная форма БР дикого типа

ПКФ — пурпурная кислотная форма БР дикого типа

МЕБ — (2-(Ы-морфолино) этан-сульфоновая кислота)

ИЕРЕЯ — М-2-гидроксиэтилпиперазин-Н'-2-этансульфоновая кислота

БР — бактериородопсин сГР — галородопсин из На1оЬас1егшт заИпагшт фГР — галородопсин из ЫШгопоЪаМегшт ркагаотя

ИК — инфракрасный

ПМ — пурпурная мембрана

ФЭУ — фотоэлектронный умножитель

ЭДТА — этилендиаминтетрауксусная кислота

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Обнаружено, что в отсутствии анионов хлора фотоэлектрические ответы В858 и Б85Т БР мутантов и СКФ сходны и отражают внутрибелковое перераспределение зарядов, индуцируемое изомеризацией ретиналя. Ионы хлора индуцируют переход всех этих исходно синих форм в пурпурные, что сопровождается появлением электрогенных стадий, по всей видимости, связанных с трансмембранным переносом хлора в цитоплазматическом направлении. Эффективность этой транслокации не превышает соответственно 15, 8 и 3% для Б85Т, Б858 и кислотной пурпурной формы дикого типа от протонного транспорта нейтральной формы бактериородопсина. Ионы хлора вызывают появление дополнительной фазы в фотоэлектрическом ответе Б858 и кислотной пурпурной формы, связанной с движением ионов хлора в обратном (наружном) направлении. Этот компонент отсутствует в фотоэлектрическом ответе мутанта Б85Т, который подобно галородопсину имеет в 85-м положении остаток треонина.

В работе на основании совокупности кинетик фотоответов галородопсина, снятых через 10 нм в диапазоне 400−700 нм, с помощью БУР-анализа были выделены спектры фотоинтермедиатов и получены кинетики их концентраций. Совместное разложение на экспоненты (глобальное фиттирование) кинетик всех интермедиатов и фотоэлектрического ответа галородопсина, проведенное впервые, позволило надежно определить временные константы, описывающие фотоцикл галородопсина.

В результате совместного анализа кинетик изменений спектров интермедиатов, электрогенеза и литературных данных мы предлагаем следующую модель функционирования галородопсина. В основе модели лежит положение, согласно которому в процессе транспорта принимают участие три аниона хлора. В основном состоянии два аниона связаны галородопсином в стационарных сайтах связывания: одном внутреннем (около основания Шиффа) и втором — наружном (на экстрацеллюлярной поверхности молекулы белка). Перенос аниона, связанного у основания Шиффа, в цитоплазму и перенос аниона с поверхностного сайта связывания к основанию Шиффа являются сопряженными процессами, что подтверждается одноэкспоненциальностью электрогенеза ГР. В то же время, восстановление основного состояния — связывание аниона на поверхностном сайте (безусловно, хлор-зависимый процесс) является неэлектрогенным. Отсутствию зависимости скорости выброса от концентрации анионов хлора дано следующее объяснение: & laquo-выдавливание»- аниона хлора из сайта связывания вблизи основания Шиффа во внешнюю среду осуществляется за счет воздействия конформационных перемещений а-спирали Р-«закрытия щели& raquo-.

Показать Свернуть

Содержание

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 ГАЛОБАКТЕРИИ. СТРОЕНИЕ И ФИЗИОЛОГИЯ.

1.2 БАКТЕРИОРОДОПСИН.

1.2.1 Особенности строения пурпурных мембран.

1.2.2 Структура бактериородопсина.

1.2.3 Фотохимические свойства бактериородопсина.

1.2.4 Фотоцикл бактериородопсина.

1.2.5 Модели фотоцикла. Сравнение. Нерешенные проблемы.

1.2.6 Особенности фотохимических превращений БР при низких значениях рН.

1.3 ГАЛОРОДОПСИН.

1.3.1 Общая характеристика.

1.3.2 Фотохимические свойства.

1.3.3 Структура галородопсина.

1.3.4 Фотоцикл галородопсина.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Объект исследования.

2.2 Выращивание бактерий.

2.3 Выделение пурпурных мембран.

2.4 Реактивы.

2.5 Регистрация спектральных превращений БР и ГР.

2.6 Получение протеолипосом с использованием детергента.

2.7 Получение протеолипосом с использованием ультразвука.

2.8 Измерение разности электрических потенциалов в системе «протеин-коллодиевая мембрана& raquo-.

2.8.1 Общая характеристика метода.

2.8.2 Приготовление препаратов для измерения фотоэлектрических ответов БР и ГР.

2.8.3 Измерение мембранного потенциала.

2.9 Обработка экспериментальных результатов.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1 ИССЛЕДОВАНИЕ ЭЛЕКТРОГЕНЕЗА КИСЛОТНОЙ ПУРПУРНОЙ ФОРМЫ БР ДИКОГО ТИПА И МУТАНТОВ Б858 И Э85Т.

3.2 ИССЛЕДОВАНИЕ ГАЛОРОДОПСИНА АЫгопоЬасгепитркагаотз.

3.3 ИССЛЕДОВАНИЕ БЕСХЛОРНЫХ ФОРМ ГАЛОРОДОПСИНА Ыа^опоЬасГепит ркагаотя.

3.4 ИССЛЕДОВАНИЕ ЭЛЕКТРОГЕНЕЗА ХЛОРИД-СВЯЗАННОЙ ФОРМЫ ГАЛОРОДОПСИНА ИМгопоЬа^епит рЬагаотз.

3.5 ИССЛЕДОВАНИЕ ФОТОЦИКЛА ХЛОРИД-СВЯЗАННОЙ ФОРМЫ ГАЛОРОДОПСИНА ММюпоЬаМепит ркагаотз.

3.6 МОДЕЛЬ ФУНКЦИОНИРОВАНИЯ ГАЛОРОДОПСИНА.

Список литературы

1. Аветисян A.B., Каулен А. Д., Скулачев В. П., Фенкж Б. А. Фотофосфорилирование в клетках щелочелюбивой галобактерии, содержащей галородопсин: хлорный цикл? // Биохимия. 1998. Т. 63. С. 744 748.

2. Балашов С. П., Литвин Ф. Ф. Фотохимические превращения бактериородопсина. // Ред. A.A. Красновский. М.: МГУ. 1985. 168 с.

3. Всеволодов H.H. Биопигменты фоторегистраторы. // Москва. & quot-Наука"-. 1988. С. 137−138.

4. Драчев Л. А., Каулен А. Д., Скулачев В. П. и др. Фазы фотоэлектрического ответа бактериородопсина//Биохимия. 1981. Т. 46. С. 897−903.

5. Драчев Л. А., Каулен А. Д., Скулачев В. П., Хитрина Л. В., Чекулаева Л. Н. Особенности фотохимических превращений бактериородопсина при низких значениях pH. // Биохимия. 1981. Т. 46. Вып. 5. С. 897−903.

6. Драчев А. Л., Драчев Л. А., Каулен А. Д., Хитрина Л. В., Чекулаева Л. Н. Влияние анионов на спектральный переход бактериородопсина при низкихзначениях рН. //Биоорган. Химия. 1983. Т. 9. N 12. С. 1606−1610.

7. Драчев Л. А. Генерация электрического потенциала мембранными белками. // Диссертация на соискание ученой степени доктора биологических наук в форме научного доклада. Москва. 1985. С. 27−32.

8. Драчев А. Л., Драчев Л. А., Каулен А. Д., Хитрина Л. В. Кооперативность перехода солюбилизированного бактериородопсина в кислотную пурпурную форму под действием анионов СГ. // Биоорган. Химия. 1988. Т. 14. N 3. С. 318−320.

9. И. Калайдзидис И. В., Каулен А. Д., Радионов А. Н., Хитрина Л. В. Фотоэлектрохимический цикл бактериородопсина. // Биохимия. 2001. Т. 66. Вып. 11. С. 1511−1527.

10. Калайдзидис Я. Л., Гаврилов А. В., Зайцев П. В., Калайдзидис А. Л., Королев Е. В. Плюк среда разработки программного обеспечения. // Программирование. N 4. 1997. С. 38−46.

11. Каулен А. Д. Бактериородопсин: сопряжение фотохимических превращений с трансмембранным переносом протонов. // Диссертация на соискание ученой степени доктора биологических наук в форме научного доклада. Москва. 1989. С. 7−10.

12. Каулен А. Д., Драчев Л. А., Зорина В. В. Анализ кинетики изменения светорассеяния в суспензии пурпурных мембран // Биологические мембраны. 1989. Т. 6. N.2. С. 149−152.

13. Каулен А. Д., Постаногова Н. В. рН-зависимость темнового равновесия между 13-цис- и транс-БР пурпурных мембран. // Биохимия. 1990. Т. 55. Вып. 4. С. 700−703.

14. Лани Я. К. Рентгеновская кристаллография бактериородопсина и егофотоинтермедиатов: расшифровка механизма протонного транспорта. // Биохимия. 2001. Т. 66. Вып. И. С. 1477−1482.

15. Овчинников Ю. А., Абдулаев Н. Г., Фейгина М. Ю., Киселев А. В., Лобанов Н. А., Назимов И. В. Первичная структура бактериородопсина. // Биоорганическая химия. 1978. Т.4. N11. С. 1573−1574.

16. Balashov S.P., Imasheva E.S., Govindjee R., Ebrey T.G. Titration of Aspartate-85 in bacteriorhodopsin: what it says about chromophore isomerization and proton release. // Biophys. J. 1996. Vol. 70. N 1. P. 473−481.

17. Bamberg E., Hegemann P., Oesterhelt D. Reconstitution of halorhodopsin in black lipid membranes. // Progr. Clin. Biol. Res. 1984. Vol. 164. P. 73−79.

18. Bamberg E., Hegemann P., Oesterhelt D. Reconstitution of the light-driven electrogenic ion pump halorhodopsin in lipid bilayer membranes. // Biochim. et Biophys. Acta. 1984. Vol. 773. N1. C. 53−60.

19. Birge R.R. Nature of the primary photochemical events in rhodopsin and bacteriorhodopsin. // Biochim. et Biophys. Acta. 1990. Vol. 1016. P. 293 327.

20. Bivin D.B., Stoeckenius W. Photoactive retinal pigments in haloalkaliphilic bacteria. //J. Gen. Microbiol. 1986. Vol. 132. P. 2167−2177.

21. Blanck A. and Oesterhelt D. The halo-opsin gene. 2. Sequence, primary structure of halorhodopsin and comparison with bacteriorhodopsin. // EMBO J. 1987. Vol. 6. P. 265−273.

22. BraimanM.S., Bousche O., Rothschild K.J. Protein dynamics in the bacteriorhodopsin photocycle: submillisecond Fourier transform infrared spectra of the L, M, and N photointermediates. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1991. Vol. 88. N 6. P. 2388−2392.

23. Brown L.S., Bonet L., Needleman R., Lanyi J.K. Estimated acid dissociation constants of the Schiff base, Asp-85, and Arg-82 during the bacteriorhodopsin photocycle. //Biophys. J. 1993. Vol. 65. N 1. P. 124−130.

24. Braiman M.S., Walter T.J., Briercheck D.M. Infrared spectroscopic detection of light-induced change in chloride-arginine interaction in halorhodopsin. // Biochemistry. 1994. Vol. 33. N 7. P. 1629−1635.

25. Brown L.S., Sasaki J., Kandori H., Maeda A., Needleman R., Lanyi J.K. Glutamic acid 204 is the terminal proton release group at the extracellular surface of bacteriorhodopsin. // J. Biol. Chem. 1995. Vol. 270. N 45. P. 27 122−27 126.

26. Brown L.S., Dioumaev A.K., Needleman R., Lanyi J.K. Local-access model for proton transfer in bacteriorhodopsin. // Biochemistry. 1998. Vol. 37. P. 3982−3993.

27. Brown L.S., Dioumaev A.K., Needleman R., Lanyi J.K. Connectivity of the retinal Schiff base to Asp-85 and Asp-96 during the bacteriorhodopsin photocycle: thelocal-access model. //Biophys. J. 1998. Vol. 75. P. 1455−1465.

28. ButtH.J., FendlerK., Bamberg E., TittorJ., OesterheltD. Aspartic acids 96 and 85 play a central role in the function of bacteriorhodopsin as a proton pump. // EMBO J. 1989. Vol. 8. N 6. P. 1657−1663.

29. Chizhov I. and Engelhard M. Temperature and halide dependence of the photocircle of halorhodopsin from Natronobacterium pharaonis. // Biophys. J. 2001. Vol. 81. P. 1600−1612.

30. Chon Y. -S., Kandori H., Sasaki J., Lanyi J.K., Needleman R., Maeda A. Existence of two L photointermediates of halorhodopsin from Natronobacterium pharaonis, differing in their protein and water FTIR bands. // Biochemistry. 1999. Vol. 38. P. 9449−9455.

31. De Groot H.J.M., Harbison G.S., HerzfeldJ., Griffin R.G. Nuclear magnetic resonance study of the Schiff base in bacteriorhodopsin — counterion effects on the I5N shift anisotropy. // Biochemistry. 1989. Vol. 28. N 8. P. 3346−3353.

32. Delaney J.K., Schweiger U., Subramaniam S. Molecular mechanism of protein-retinal coupling in bacteriorhodopsin. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1995. Vol. 92. N24. P. 11 120−11 124.

33. Dencher N.A., Heyn M.P. Formation and properties of bacteriorhodopsin monomers in the non-ionic detergents octyl-(3-D-glucoside and Triton X-100. // FEBS Lett. 1978. Vol. 96. N 2. P. 322−326.

34. Dencher N.A., Heyn M.P. Bacteriorhodopsin monomers pump protons. // FEBS1. tt. 1979. Vol. 108. N2. P. 307−310.

35. DencherN.A., Dresselhaus D., Zaccai G., BiildtG. Structural changes in bacteriorhodopsin during proton translocation revealed by neutron diffraction. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1989. Vol. 86. N 20. P. 7876−7879.

36. Der A., Toth-Boconadi R., Keszthelyi L. Bacteriorhodopsin as a possible chloride pump. // FEBS Lett. 1989. Vol. 259. N 1. P. 24−26.

37. Der A., Szaraz S., Toth-Boconadi R., Tokaji Z., Keszthelyi L., Stoeckenius W. Alternative translocation of protons and halide ions by bacteriorhodopsin. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. Vol. 88. N 11. P. 4751−4755.

38. Dorset D.L. Direct structure analysis in protein electron crystallography: crystallographic phases for halorhodopsin to 6-A resolution. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. Vol. 92. N 22. P. 10 074−10 078.

39. Drachev L.A., Kaulen A.D., Khitrina L.V., Skulachev V.P. Fast stages of photoelectric processes in biological membranes. I. Bacteriorhodopsin. // Eur. J. Biochem. 1981. Vol. 117. N 3. P. 461−470.

40. DrachevaS., Bose S., HendlerR.W. Chemical and functional studies on the importance of purple membrane lipids in bacteriorhodopsin photocycle behavior.

41. FEBS Lett. 1996. Vol. 382. P. 209−212.

42. Druckmann S., Samni A., Ottolenghi M. Dynamics of pH-induced spectral changes in bacteriorhodopsin. // Biophys. J. 1979. Vol. 26. P. 142−145.

43. Druckmann S., Ottolenghi M., Korenstein R. Time-resolved absorbance changes induced by fast acidification of bacteriorhodopsin in vesicle systems. // Biophys. J. 1985. Vol. 47. P. 115−118.

44. Edman E., Nollert P., Royant A., Belrhali H., Pebay-Peyroula E., Hajdu J., Neutze R., Landau E.M. High-resolution X-ray structure of an early intermediate in the bacterirhodopsinphotocycle. //Nature. 1999. Vol. 401. P. 822−826.

45. Essen L.O., Siegert R., Lehmann W.D., Oesterhelt D. Lipid patches in membrane protein oligomers: crystal structure of the bacteriorhodopsin-lipid complex. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1998. Vol. 95. P. 11 673−11 678.

46. Fischer U., Oesterhelt D. Chromophore equilibria in bacteriorhodopsin. // Biophys. J. 1979. Vol. 28. N 2. P. 211−230.

47. Grigorieff N., Ceska T.A., Downing K.H., Baldwin J.M., Henderson R. Electron-crystallografic refinement of the structure of bacteriorhodopsin. // J. Mol. Biol. 1996. Vol. 259. N3. P. 393−421.

48. Govindjee R., Balashov S.P., Ebrey T.G. Quantum efficiency of the photochemical cyrcle of bacteriorhodopsin. // Biophys. J. 1990. Vol. 58. P. 597 608.

49. Haupts U., Tittor J., Bamberg E., Oesterhelt D. General concept for iontranslocation by halobacterial retinal proteins: the isomerization/ switch/transfer (1ST) model. // Biochemistry. 1997. Vol. 36. N 1. P. 2−7.

50. Havelka W.A., Henderson R., Heymann J.A.W., Oesterhelt D. Projection structure of halorhodopsin from Halobacterium halobium at 6A resolution obtained by electron cryo-microscopy. //J. Mol. Biol. 1993. Vol. 234. N 3. P. 837−846.

51. Havelka W.A., Henderson R., Oesterhelt D. Three-dimensional structure of at 7 A resolution. // J. Mol. Biol. 1995. Vol. 247. N 4. P. 726−738.

52. Hendler R.W., Shrager. Deconvolutions based on singular value decomposition and the pseudoinverse: a guide for beginners. // J. of Biochem. and Biophys. Methods. 1994. Vol. 28. P. 1−33.

53. Henry E.R., Hofrichter J., Singular Value Decomposition: Application to Analysis of Experimental Data. // Methods in enzymology. 1992. Vol. 210. P. 129−192.

54. Ihara K., Amemiya T., Miyashita Y., Mukohata Y. Met-145 is a key residue in the dark adaptation of bacteriorhodopsin homologs. // Biophys. J. 1994. Vol. 67. N 3. P. 1187−1191.

55. Jonas R., Koutalos Y., Ebrey T.G. Purple membrane: surface charge density and the multiple effect of pH and cations. // Photochem. and Photobiol. 1990. Vol. 52. N6. P. 1163−1177.

56. Kalaidzidis I.V., Kaulen A.D. Study of the long-living red-shifted intermediate in the liposomes with bacterirhodopsin. // Proc. of 7th International Conference on Retinal Proteins. Zichron Yaacov. Israel. June 23−28. 1996. P. 82.

57. Kalaidzidis I.V., Kaulen A.D. Cl-dependent photo voltage responses of bacteriorhodopsin: comparison of the D85T and D85S mutants and wild-type acid purple form. // FEBS Lett. 1997. Vol. 418. P. 239−242.

58. Kalaidzidis I.V., Kalaidzidis Y.L., Kaulen A.D. Flash-induced voltage changes in halorhodopsin from Natronobacterium pharaonis. II FEBS Lett. 1998. Vol. 427. P. 59−63.

59. Kalaidzidis I.V., Kaulen A.D. Flash-induced voltage changes in halorhodopsin from N. pharaonis and in E204Q bacteriorhodopsin mutant. // Proc. of 8th International Conference on Retinal Proteins. Awaji island. Japan. May 31-June 5. 1998. P. 22.

60. Kalaidzidis I.V., Kaulen A.D. The flash-induced CP-dependent photovoltage response of halorhodopsin from Natronobacterium pharaonis. II Tenth european bioenergetics conference. Biochim. et Biophys. Acta. EBEC Reports. 1998. Vol. 10. P. 189. P-6.

61. Kalaidzidis I.V., Belevich I.N., Kalaidzidis Y.L., Kaulen A.D. Membrane potential stabilizes the O intermediate in liposomes containing bacteriorhodopsin. //FEBS Lett. 1999. Vol. 459. P. 143−147.

62. Kalaidzidis I.V., Kaulen A.D. Effect of membrane potential on bacteriorhodopsin photocycle and proton transport. // Proc. of 9th International Conference on Retinal Proteins. Szeged. Hungary. September 14−19. 2000. P. 41.

63. KamikuboH., KataokaM., Varo G., Oka T., TokunagaF., NeedlemanR., Lanyi J.K. Structure of the N intermediate of bacteriorhodopsin revealed by X-ray diffraction. // Proc. Nat. Acad. Sei. USA. 1996. Vol. 93. N 4. P. 1386−1390.

64. Kates M., Kushwaha S.C., Sprott G.D. Lipids of purple membrane from extremehalophiles and of methanogenic bacteria. // Meth. Enzymol. 1982. Vol. 88. N 1. P. 98−111.

65. Kaulen A. Electrogenic processes and protein conformational changes accompaning the bacteriorhodopsin photocycle. // Biochim. et Biophys. Acta. 2000. Vol. 44 896. P. 1−16.

66. Kimura Y., Ikegami A., Stoeckenius W. Salt and pH-dependent changes of the purple membrane absorbtion spectrum. // Photochem. Photobiol. -1984, -v. 40, -p. 641−646.

67. Kolbe M., Besir H., Essen L. -O., Oesterhelt D. Structure of the light-driven chloride pump halorhodopsin at 1.8 A resolution. // Science. 2000. Vol. 288. P. 1390−1396.

68. Konishi T., Packer L. Light-dark conformational states in bacteriorhodopsin. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1976. Vol. 72. N 4. P. 1437−1442.

69. Kuschmitz D., Hess B. Trans-cis isomerization of the retinal chromophore of bacteriorhodopsin during the photocycle. // FEBS Lett. 1982. Vol. 138. N 1. P. 137−140.

70. Landau E.M. and Rosenbusch J.P. Lipidic cubic phases: a novel concept for the crystallization of membrane proteins. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. Vol. 93. P. 14 532−14 535.

71. Lanyi J.K. Proton transfer and energy coupling in the bacteriorhodopsin photocycle. // Journal of Bioenergetics and Biomembranes. 1992. Vol. 24. N2. P. 1256−1263.

72. Lanyi J.K., Weber H.J. Spectrophotometric identification of the pigment associated with light-driven primary sodium translocation in Halobacterium halobium. Hi. Biol. Chem. 1980. Vol. 255. N 1. P. 243−250.

73. Lanyi J.K. Photochromism of halorhodopsin. Cis/trans isomerisation of the retinal around the 13−14 double bond. // J. Biol. Chem. 1986. Vol. 261. N 30. P. 1 402 514 030.

74. Lanyi J.K. Local-access mechanism for proton transport by bacteriorhodopsin. // Biochim. et Biophys. Acta. 1998. Vol. 1365. P. 17−22.

75. Lewis B.A., Engelman D.M. Bacteriorhodopsin remains dispersed in fluid phospholipid bilayers over a wide range of bilayer thicknesses. // J. Mol. Biol. 1983. Vol. 166. N2. P. 203−210.

76. Lindley E.V., MacDonald R.E. Second mechanism for sodium extrusion in Halobacterium halobium light-driven sodium pump. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1979. Vol. 88. P. 491−499.

77. Liu S.Y., Ebrey T.G. Photocurrent measurements of the purple membrane oriented in a polyacrylamide gel. // Biophys. J. 1988. Vol. 54. N 2. P. 321−330.

78. Lozier R.H., Bogomolni R., Stoeckenius W. Bacteriorhodopsin: a ligh-driven proton pump in Halobacterium halobium. // Biophys. J. 1975. Vol. 15. N 9. P. 955−962.

79. Ludmann K., Ibron G., Lanyi J.K., Varo G. Charge motions during the photocircle ofpharaonis halorhodopsin. // Biophys. J. 2000. Vol. 78. P. 959−966.

80. Luecke H., Richter H. -T., Lanyi J.K. Proton transfer pathways in bacteriorhodopsin at 2.3 angstrom resolution. // Science. 1998. Vol. 280. P. 19 341 937.

81. Luecke H., Shobert B., Richter H. -T., Cartailler J. -P., Lanyi J.K. Structure of bacteriorhodopsin at 1. 55 A resolution. // J. Mol. Biol. 1999. Vol. 291. P. 899−911.

82. Luecke H., Shobert B., Richter H. -T., Cartailler J. -P., Lanyi J.K. Structural changes in bacteriorhodopsin during ion transport at 2A resolution. // Science. 1999. Vol. 286. P. 255−260.

83. Luecke H., Shobert B., Richter H. -T., Cartailler J. -P., Rosengarth A., Needleman R., Lanyi J.K. Coupling photoisomerization of the retinal in bacteriorhodopsin to directional transport. // J. Mol. Biol. 2000. Vol. 300. P. 1237−1255.

84. Maeda A., Ogurusu T., Yoshizawa T., Kitagawa T. Resonance Raman study on binding of chloride to the chromophore of halorhodopsin. // Biochemistry. 1985. Vol. 24. P. 2517−2521.

85. Marti T., OttoH., Mogi T., Rosselet S.J., Heyn M.P., KhoranaH.G. Bacteriorhodopsin mutants containing single substitutions of serine or threonine residues are all active in proton translocation. // J. Biol. Chem. 1991. Vol. 266. N 11. P. 6919−6927.

86. Matsuno-Yagi A., Mukohata Y. ATP synthesis linked to light-dependent proton uptake in a red mutant strain of halobacterium lacking bacteriorhodopsin. // Arch. Biochem. Biophys. 1980. Vol. 199. P. 297−303.

87. Metzler D.E. and Harris C.M. Shapes and spectral bands of visual pigments. // Vision Research. 1978. Vol. 18. P. 1417−1420.

88. Moltke S., Heyn M.P. Photovoltage kinetics of the acid-blue and acid-purple forms of bacteriorhodopsin: evidence for no net charge transfer. // Biophys. J. 1995. Vol. 69. N 5. P. 2066−2073.

89. Mowery P.C., LozierR.H., ChaeQ., Tseng Y.W., Taylor M., Stoeckenius W. Effect of acid pH on the absorption spectra and photoreactions of bacteriorhodopsin. //Biochemistry. 1979. Vol. 18. N 19. P. 4100^1107.

90. Mukohata Y., Matsuno-Yagi A., Kaji Y. Light-induced proton uptake and ATP synthesis by bacteriorhodopsin-depleted halobacterium. // Saline Environment. 1981. P. 31−37.

91. Okuno D., Asaumi M., Muneyuki E. Chloride concentration dependency of the electrogenic activity of halorhodopsin. // Biochemistry. 1999. Vol. 38. P. 54 225 429.

92. Oesterhelt D., Stoeckenius W. Rhodopsin-like protein from purple membrane of Halobacterium halobium. //NatureNew Biol. 1971. Vol. 233. P. 149−152.

93. Oesterhelt D. Structure and function of halorhodopsin. // Isr. J. Chem. 1995. Vol. 35. P. 475−494.

94. Otomo J. Influence exercised by histidine-95 on chloride transport and the photocycle in halorhodopsin. // Biochem. 1996. Vol. 35. N. 21. P. 6684−6689.

95. Ovchinnicov Yu.A. Rhodopsin and bacteriorhodopsin: structure-function relationships//FEBS Lett. 1982. Vol. 148. P. 179−191.

96. Pebay-Peyroula E., Rummel G., Rosenbusch J.P., Landau E.M. X-ray structure of bacteriorhodopsin at 2.5 A resolution from microcristals grown in lipidic cubic phases. // Science. 1997. Vol. 277. P. 1676−1681.

97. Provencher S.W. A Fourier method for the analysis of exponential decay curves. // Biophys. J. 1976. Vol. 16. P. 27−41.

98. Radionov A.N., Kaulen A.D. Two bacteriorhodopsin M intermediates differing in accessibility of the Schiff base for azide. // FEBS Lett. 1996. Vol. 387. P. 122 126.

99. Radionov A.N., Kaulen A.D. Inhibition of the Ml M2 (Mclosed Mopen) transition in the D96N mutant photocycle and its relation to the corresponding transition in the wild type bacteriorhodopsin. // FEBS Lett. 1997. Vol. 409.1. P. 137−140.

100. Radionov A.N., KaulenA.D. Two forms of N intermediate (Nopen and Nci0Sed) in bacteriorhodopsin photocycle. 11FEBS Lett. 1999. Vol. 451. P. 147−151.

101. Rammelsberg R., HuhnG., LubbenM., Gerwert K. Bacteriorhodopsin’sintramolecular proton-release pathway consists of a hydrogen-bonded network. // Biochemistry. 1998. Vol. 37. P. 5001−5009.

102. Richter H. -T., Brown L.S., NeedlemanR., Lanyi J.K. A linkage of the pKa’s of Asp-85 and Glu-204 forms part of the reprotonation switch of bacteriorhodopsin. // Biochemistry. 1996. Vol. 35. N 13. P. 4054^1062.

103. Rummel G. and Rosenbusch J.P. Lipidic cubic phases: new matrices for the three-dimensional crystallization of membrane proteins. // J. Struct. Biol. 1998. Vol. 121.P. 1−11.

104. Rudiger M., Haupts U., Gerwert K., Oesterhelt D. Chemical reconstitution of a chloride pump inactivated by a single point mutation. // EMBO J. 1995. Vol. 14. N 8. P. 1599−1606.

105. Rudiger M., Oesterhelt D. Cpecific arginine and threonine residues control anion binding and transport in the light-driven chloride pump halorhodopsin. // EMBO J. 1997. Vol. 16. P. 3813−3821.

106. Sasaki J., Brown L.S., Chon Y. -S., Kandori H., Maeda A., Needleman R., Lanyi J.K. Conversion of bacteriorhodopsin into a chloride ion pump. // Science. 1995. Vol. 269. P. 73−75.

107. Sass H.J., Buldt G., Gessenich R., Hehn D., Neff D., Schlesinger R., Berendzen J., Ormos P. // Structural alterations for proton translocation in the M state of wild-tipe bacteriorhodopsin. Nature. Vol. 406. P. 649−653.

108. Scharf B., Engelhard M. Blue halorhodopsin from Natronobacterium pharaonis -wavelength regulation by anions. // Biochemistry. 1994. Vol. 33. N 21. P. 63 871 206 393.

109. ShichidaY., Matuoka S., Hidaka Y., YoshizawaT. Absorption spectra of intermediates of bacteriorhodopsin measured by laser photolysis at room temperatures. // Biochim. et Biophys. Acta. 1983. Vol. 723. N 2. P. 240−246.

110. Schobert B., Lanyi J.K. Halorhodopsin is a light-driven chloride pump. // J. Biol. Chem. 1982. Vol. 257. N 17. P. 10 306−10 313.

111. Schobert B., Lanyi J.K., Oesterhelt D. Effects of anion binding on the deprotonation reactions of halorhodopsin. // J. Biol. Chem. 1986. Vol. 261. N 6. P. 2690−2696.

112. Siano D.B. and Metzler D.E. Band shapes of the electronic spectra of complex molecules. //J. Chem. Phys. 1969. Vol. 51. N 5. P. 1856−1861.

113. SiebertF., Mantele W., Kreutz W. Evidence for the protonation of two internal carboxylic groups during the photocycle of bacteriorhodopsin. // FEBS Lett. 1982. Vol. 141. N l.P. 82−87.

114. Siebert K. Relationship of particle size to light scattering. // J. Am. Soc. Brew. Chem. 2000. Vol. 58. N 3. P. 97−100.

115. Skulachev V.P. Sodium bioenergetics. // Trends in Biochem. Sei. 1984. Vol. 9. P. 483−485.

116. Skulachev V.P. Interrelations of bioenergetic and sensory functions of the retinal proteins. // Quart. Rev. Biophys. 1993. Vol. 26. N 2. P. 177−199.

117. Spudich J.L., McCain D.A., Nakamishi K., Okabe M., Shimizu N., Rodman H., Honig B., Bogomolni R.A. Cromophore-protein interaction in bacterial sensory rhodopsin and bacteriorhodopsin. //Biophys J. 1986. Vol. 49. P. 479−483.

118. Steiner M., Oesterhelt D. Isolation and properties of the native chromoprotein halorhodopsin. // EMBO J. 1982. Vol. 2. P. 1379−1385.

119. Stoekenius W., Lozier R.H., Bogomolni R.A. Bacteriorhodopsin and the purple membrane of halobacteria. // Biochimica et Biophysica Acta. 1979. Vol. 505. P. 215−278.

120. Subramaniam S., Gerstein M., Oesterhelt D., Henderson R. Electron diffraction analysis of structural changes in the photocycle of bacteriorhodopsin. // EMBO J. 1993. Vol. 12. N l.P. 1−8.

121. Subramaniam S., Henderson R. Crystallografic analysis of protein conformational changes in the bacteriorhodopsin photocycle. II Biochimica et Biophysica Acta. 2000. Vol. 1460. P. 157−165.

122. Tittor J., Haupts U., Haupts C., Oesterhelt D., Becker A., Bamberg E. Cloride and proton transport in bacteriorhodopsin mutant D85T: different modes of ion translocation in a retinal protein. // J. Mol. Biol. 1997. Vol. 271. P. 405−416.

123. Tsuji K., Rosenheck K. The low pH species of bacteriorhodopsin. // FEBS Lett. 1979. Vol. 98. P. 368−372.

124. Vonck J. A three-dimensional difference map of the N intermediate in the bacteriorhodopsin photocycle: part of the F helix tilts in the M to N transition. // Biochemistry. 1996. Vol. 35, P. 5870−5878.

125. Varo G., Lanyi J.K. Photoreactions of bacteriorhodopsin at acid pH. // Biophys. J. 1989. Vol. 56. N6. P. 1143−1151.

126. Varo G., Lanyi J.K. Pathways of the rise and decay of the M photointermediate (s) of bacteriorhodopsin. //Biochemistry. 1990. Vol. 29. P. 2241.

127. Varo G., Brown L.S., Sasaki J., Kandori H., Maeda A., Needleman R., Lanyi J.K. Light-driven chloride ion transport by halorhodopsin from Natronobacterium pharaonis. 1. The photochemical cycle. // Biochemistry. 1995a. Vol. 34. N 44. P. 14 490−14 499.

128. Varo G., Zimanyi L., Fan X., Sun L., Needleman R., Lanyi J.K. Photocycle of halorhodopsin from Halobacterium salinarium. // Biophys. J. 1995c. Vol. 68. N 5. P. 2062−2072.

129. Varo G., Lanyi J.K. Effects of hydrostatic pressure on the kinetics reveal a volume increase during the bacteriorhodopsin photocycle. // Biochemistry. 1995d. Vol. 34. N38. P. 12 161−12 169.

130. Varo G., Brown L.S., Needleman R., Lanyi J.K. Proton transport by halorhodopsin. // Biochemistry. 1996. Vol. 35. N 21. P. 6604−6611.

131. WeidlichO., SchaltB., Friedman N., Sheves M., Lanyi J.K., Brown L.S. and

132. SiebertF. Steric interaction between the 9-methyl group of the retinal and tryptophan 182 controls 13-cis to all-/ram' reisomerization and proton uptake in the bacteriorhodopsin photocycle. // Biochemistry. 1996. Vol. 35. N 33. P. 1 080 710 814.

133. Wang J., El-Sayed M. Time-resolved Fourier transform infrared spectroscopy of the polarizable proton continua and the proton pump mechanism of bacteriorhodopsin. // Biophys. J. 2001. Vol. 80. P. 961−971.

134. Xie A.H., Nagle J.F., Lozier R.H. Flash spectroscopy of purple membrane. // Biophys. J. 1987. Vol. 51. P. 627.

Заполнить форму текущей работой