Изучение взаимодействия токсинов яда кобры Naja oxiana с мембранами методом ЯМР спектроскопии

Тип работы:
Диссертация
Предмет:
Биофизика
Страниц:
102
Узнать стоимость новой

Детальная информация о работе

Выдержка из работы

1.1 Актуальность темы исследований

Мембраны играют ключевую роль в структурной организации всех живых клеток. Функционирование биомембран контролируется как их белковыми, так и липидными составляющими, преимущественно фосфолипидами. Получение и интерпретация структурной информации о липид-белковых системах даёт возможность понять связь между взаимодействием компонент мембраны и их функцией [1,2].

Среди мембранных белков хорошо известны такие структурные мотивы как трансмембранные и периферические а-спирали, Р-бочонки. В последнее время в качестве источника новых структурных мотивов, обеспечивающих связывание с мембранами, исследуются Р-складчатые полипептиды, в частности, токсины из яда змей. Яд кобры Naja oxiana содержит как цитотоксины так и нейротоксины, обладающие общим структурным мотивом (Рис. 1). Суммарное содержание этих токсинов в сухом яде составляет около 40% [3]. Токсины являются небольшими (~ 60 аминокислотных остатков) основными белками, так как они содержат 9−12 положительно заряженных аминокислотных остатков лизина и аргинина. Они характеризуются трёхпетельной укладкой полипептидной цепи, формируемой тяжами антипараллельной Р-структуры, стабилизированной 4-мя дисульфидными связями (Рис. 1а-в) [4−7]. Хотя аминокислотные последовательности и структурный мотив цитотоксинов и нейротоксинов гомологичны, спектры их биологической активности существенно отличаются [8−12].

Цитотоксины проявляют гемолитическую и цитотоксическую активности, способны приводить к деполяризации мембран миофибрилл [8, 13, 14]. Некоторые цитотоксины проявляют кардиотоксическую активность при малых концентрациях, приводя к увеличению частоты сердцебиения, а при больших концентрациях могут вызывать остановку сердца [15].

Исследуются токсические эффекты цитотоксинов на клетки опухоли [1620]. Предполагается, что различие в цитотоксической активности молекул связано не с деталями вторичной структуры белков, а со спецификой взаимодействия боковых цепей аминокислотных остатков с липидами [20], так как было показано, что структура молекул цитотоксинов сохраняется при встраивании в липидное окружение [5, 20−23]. Связывание цитотоксинов с фосфолипидами определяет их способность приводить к лизису различных клеток [8, 16, 24, 25]. Предполагается, что эти эффекты обусловлены способностью цитотоксинов взаимодействовать с липидами и биологическими мембранами посредством комбинации как электростатических так и гидрофобных сил [ 26 ]. В экспериментах с модельными липидными мембранами показано, что цитотоксины приводят к слиянию фосфолипидных везикул [27−30], изменению термотропных характеристик фосфолипидных мембран [31], индуцируют фазовое разделение в смесях анионных и цвиттерионных фосфолипидов [ 32 ]. Данные исследования привели к делению цитотоксинов (Рис. 1а, б) на Р- и S-типы, которые различаются присутствием аминокислотных остатков пролина-31(30) или серина-29(28) в окончании второй петли [33]. Тем не менее всё ещё отсутствует понимание связи между способами взаимодействия цитотоксинов с липидами и функцией цитотоксинов в биомембране. Для прояснения этой связи было изучено связывание цитотоксинов CTII и CTI с фосфолипидами, исследовано влияние цитотоксинов на упаковку фосфолипидов в составе модельных мембран.

CTII

CTI

NTII

Рис. 1

Ленточные представления структуры CTII (a), CTI (б) и NTII (в) молекул токсинов. Жёлтым цветом показаны дисульфидные связи (структуры взяты из PDB-баика: код 1СВ9 для CTII, 1RL5 для CTI и 1 NOR для NTII).

Для получения более полной информации о взаимодействии трехпетельных токсинов с липидными мембранами важно рассмотреть структурно сходные с цитотоксинами белки, отличающиеся по гидрофобным свойствам и заряду. Как было сказано выше NTII (Рис. 1в) обладает сходной трёхпетельной структурой, но отличается от цитотоксинов спектром активности. Нейротоксины из яда кобр являются высокоэффективными ингибиторами никотинового ацетилхолинового рецептора [34, 35]. Мембранная же активность нейротоксинов, в отличие от цитотоксинов, изучена крайне слабо, хотя предполагается, что и для нейротоксинов мембраносвязанное состояние играет важную роль при взаимодействии с нАХР [36, 37]. Поэтому представляет интерес детально исследовать взаимодействие нейротоксинов с мембранами и, таким образом, получить информацию о мембраноактивном сайте молекулы нейротоксина и его кооперативное& trade- с сайтом, блокирующем нАХР.

При исследовании липид/белковых взаимодействий важно получить структурно-динамическую информацию как о белке в связанном с мембраной состоянии, так и о характеристиках самой липидной мембраны особенно их изменениях вследствие взаимодействия с белком. В ЯМР 8 спектроскопии в качестве модельных мембран используются липидные бислои, так как, обладая большим радиусом кривизны, они наиболее близки по своим характеристикам к биомембранам [38, 39]. При исследовании бислойных модельных мембран всё более широкое применение находит

11 методика анализа Р-ЯМР спектров широких линий фосфолипидных дисперсий [40−46]. С ростом стационарных магнитных полей современных

ЯМР спектрометров все большее значение приобретают эффекты ориентирования молекул фосфолипидов в магнитном поле спектрометра

30, 47−52]. Для анализа 31Р-ЯМР спектров таких систем необходима разработка эффективных и доступных научному сообществу методов анализа экспериментальных спектров. В диссертации представлены разработанные

11 методики анализа Р-ЯМР спектров фосфолипидных липосом реализованные в виде доступной научному сообществу программы & laquo-Р-FIT»-.

При ЯМР исследованиях белков, связанных с бислойной мембраной, по причине большого размера бислойных мембранных систем и, как следствие, замедления вращательной диффузии белка классические ЯМР методики высокого разрешения неприменимы из-за уширения ЯМР сигналов в спектре белка. Поэтому представляет интерес разработка подходов, позволяющих преодолеть данные ограничения и охарактеризовать состояние белка в связанном с бислойной мембраной состоянии [38, 39]. В диссертации описана предложенная в работе методика применения ЯМР спектроскопии высокого разрешения для характеристики связанного с липидным бислоем состояния белка.

4.8 Выводы:

Разработана программа для анализа экспериментальных 31Р-ЯМР спектров фосфолипидных дисперсий с использованием аналитического выражения формы линии спектра, учитывающего эффекты ориентации молекул липидов в магнитном поле спектрометра. Это позволяет повысить как точность аппроксимации экспериментального спектра теоретическим так и получить дополнительную информацию о свойствах липидной мембраны.

Разработана методика использования гетероядерной ЯМР спектроскопии высокого разрешения, для изучения взаимодействия белка с бислойной липидной мембраной.

Определено влияние молекул токсинов на упаковку липидов в составе бислойной мембраны и условия её разрушения. Получены модели взаимодействия цитотоксинов CTI, CTII и нейротоксина NTII с липидным бислоем, отражающие биологические функции этих токсинов.

Предложен механизм мембранного катализа при связывании нейротоксина II с никотиновым ацетилхолиновым рецептором.

Благодарности

Считаю своим долгом выразить глубокую признательность научному руководителю, профессору, доктору химических наук Александру Сергеевичу Арсеньеву, который обеспечил возможность выполнения настоящей диссертационной работы, оказывая постоянное внимание и помощь на протяжении всего времени моей работы в лаборатории.

Хочу поблагодарить весь коллектив нашей лаборатории за помощь в выполнении экспериментальной работы и плодотворные обсуждения. Особую признательность хочу выразить сотрудникам лаборатории Э. В. Бочарову, П. В. Дубовскому и М. А. Дубинному.

Приношу свою глубокую благодарность сотрудникам Лаборатории инженерии белка ИБХ РАН: Е. Н. Люкмановой, А. В. Щукину и Я. С. Ермолюку и сотруднику лаборатории рецепции нейропептидов ИБХ РАН д.х.н. Ю. Н. Уткину за предоставление белков для исследований, а также д.х.н. И. Е. Кашеверову за исследования активности NTII и его аналогов.

Благодарю коллектив группы молекулярного моделирования нашей лаборатории и особенно руководителя группы Р. Г. Ефремова и сотрудников группы Ю. А. Косинского и А. Г. Коншину за неоценимый вклад в работу.

Работа финансировалась грантами Российского Фонда Фундаментальных Исследований и министерства Образования и Науки.

4.7 Заключение

7 1

Разработан метод анализа Р-ЯМР спектров широких линий, имеющий ряд преимуществ при анализе экспериментальных спектров фосфолипидных дисперсий, реализованный в виде программы & laquo-Р-FIT»-.

7 I

Получена новая аналитическая формула формы линии Р-ЯМР спектра, учитывающая частичную ориентацию фосфолипидов в магнитном поле, которая позволяет существенно улучшить как точность компьютерного

71 анализа Р-ЯМР спектров фосфолипидных липосом, так и получать дополнительную информацию о характере упаковки фосфолипидов. С использованием программы может производиться декомпозиция 3'Р-ЯМР спектров с произвольным количеством перекрывающихся сигналов с анализом их параметров. В данной работе продемонстрировано практическое

7 I использование данной программы при анализе формы линии Р-ЯМР спектров липосом фосфолипидов в присутствии и без белков. Программа написана на языке Mathematica (Wolfram Research), доступна научному сообществу, и на данный момент используется в ряде других лабораторий.

Разработан метод определения сайта связывания белка с мембраной на основе гетероядерной ЯМР спектроскопии высокого разрешения.

Методика позволяет анализировать возмущения значений химических сдвигов сигналов белка в результате его связывания с липидным бислоем. Данный подход основан на получении экспериментальных условий, при которых происходит обмен между двумя состояниями белка: свободным и связанным с бислойной липидной мембраной. В результате, эта методика даёт возможность преодолеть ограничения метода ЯМР высокого разрешения на размер используемых модельных мембран при изучении липид/белковых взаимодействий, позволяя использовать моноламеллярные бислойные липосомы, наиболее полно моделирующие свойства нативных биомембран.

Связывание токсинов яда кобры Naja oxiana с липидным бислоем определяется поверхностной плотностью заряда мембраны, в то время как различия в их расположении в бислое определяются свойствами поверхности молекул токсинов, обладающих общей трёхпетельной структурой (Рис. 33а). Показано, что цитотоксины взаимодействуют с анионной липидной мембраной окончаниями трёх петель молекулы (Рис. 336), а нейротоксин II противоположной от петель Я-областью (Рис. 33 В состояние 2). Причём для CTI, в сравнении с CTII, равновесие смещено к состоянию без гидрофобного встраивания в мембрану (Рис. 336 состояние 2). Встраиваясь в мембрану, токсины влияют как на ориентацию & laquo-головок»- фосфолипидов, так и могут приводить к изменению её упругих характеристик. В случае цитотоксинов при соотношениях белок/липид выше некоторой пороговой величины происходит разрушение бислойной упаковки липидов в мембране и образование изотропной фазы, стехиометрия которой определяется зарядами цитотоксинов. Таким образом, удалось раскрыть механизм взаимодействия цитотоксинов с их мишенью — липидным бислоем (Рис. 336). Определена возможная роль связывания NTII с мембраной и ориентация токсина относительно липидного бислоя на этапе связывания с нАХР (Рис. 33в). Полученные данные дают основание предположить & laquo-механизм мембранного катализа& raquo- при поиске нейротоксином II мембранного никотинового ацетилхолинового рецептора.

Показать Свернуть

Содержание

Список использованных сокращений.

1 Введение.

1.1 Актуальность темы исследований.

1.2 Цель и задачи исследования.

1.3 Научная новизна работы.

1.4 Научная и практическая ценность.

1.5 Выбор темы литературного обзора.

2 31Р-ЯМР спектроскопия широких линий в исследовании липид/белковых взаимодействий (обзор литературы).

2.1 Область применения методики.

2.1.1 Возможности метода в определении характера упаковки липидов.

2.1.1.1 Детектирование фазового состояния бислоя.

2.1.1.2 Действие белков на бислой — возмущения в структуре бислоя.

2.1.1.3 Исследования небислойных упаковок липидов.

2.1.2 Используемые мембранные системы.

2.1.2.1 Реконструированные мембраны.

2.1.2.2 Биологические мембраны.

2.2 Теоретические аспекты 31Р-ЯМР фосфолипидов.

2.3 Примеры применения 31Р-ЯМР спектроскопии в исследованиях липид/белковых взаимодействий.

2.4 Анализ и обработка 31Р-ЯМР спектров модельных фосфолипидных мембран.

2.4.1 Методики обработки 3, Р-ЯМР спектров фосфолипидных дисперсий.

2.4.1.1 Метод & laquo-Первого спектрального момента& raquo-.

2.4.1.2 Депакинг.

2.4.1.3 Аппроксимация экспериментального спектра теоретическим

2.4.2 Возможности доступных программ для анализа формы линии

3,Р-ЯМР спектров.

3 Материалы и методы.

3.1 Использованные препараты и способы приготовления образцов.

3.2 Получение и анализ ЯМР спектров.

3.3 Использованные методики молекулярного моделирования.

3.4 Расчёт электростатических и гидрофобных свойств молекул токсинов

3.5 Измерение активности нейротоксина II.

4 Результаты и обсуждения.

4.1 Связывание токсинов с мембранами.-ЯМР спектроскопия.

4.2 Влияние связывания токсинов на состояние мембраны: 31Р-ЯМР спектроскопия.

4.2.1 Формирование изотропной фазы.

4.2.2 Влияние токсинов на анизотропию химического сдвига фосфолипидов.

4.2.3 Влияние токсинов на эластичность фосфолипидного бислоя.

4.3 Топология взаимодействия NTII с фосфолипидным бислоем.

4.3.1 Влияние аминокислотных замен на расположение молекулы NTII на мембране.

4.4 Электростатические свойства молекул токсинов.

4.5 Детализация топологии взаимодействия токсинов с мембраной.

4.5 Распределение полярных и гидрофобных свойств на доступной поверхности токсинов.

4.6 Взаимодействие трёхпетельных токсинов с липидной мембраной: комбинированное рассмотрение.

4.6.1 Биологическая роль мембраносвязанного состояния токсинов.

Список литературы

1. Lee, A.G. (2003) Lipid-protein interactions in biological membranes: a structural perspective. Biochim Biophys Acta, 1612,1−40.

2. Jensen, M.O. & Mouritsen, O.G. (2004) Lipids do influence protein fiinction-the hydrophobic matching hypothesis revisited. Biochim Biophys Acta, 1666,205−226.

3. Гришин, E.B., Сухих, А.П., Адамович, Т.Б., & Овчинников, Ю.A. (1976) Выделение, свойства и аминокислотная последовательность двух цитотоксинов из яда среднеазиатской кобры Naja naja oxiana. Биоргапическая химия, 2,1018−1034.

4. Dubovskii, P.V., Lesovoy, D.M., Dubinnyi, M.A., Konshina, A.G., Utkin, Y.N., Efremov, R.G., & Arseniev, A.S. (2005) Interaction of three-finger toxins with phospholipid membranes: comparison of S- and P-type cytotoxins. Biochem J, 387, 807−815.

5. Dementieva, D.V., Bocharov, E.V., & Arseniev, A.S. (1999) Two forms of cytotoxin II (cardiotoxin) from Naja naja oxiana in aqueous solution: spatial structures with tightly bound water molecules. Eur. J Biochem, 263,152−162.

6. Golovanov, A.P., Lomize, A.L., Arseniev, A.S., Utkin, Y.N., & Tsetlin, V.I. (1993) Two-dimensional 1H-NMR study of the spatial structure of neurotoxin II from Naja naja oxiana. Eur. J. Biochem, 213,1213−1223.

7. Gilquin, B., Bourgoin, M., Menez, R., Le Du, M.H., Servent, D., Zinn-Justin, S., & Menez, A. (2003) Motions and structural variability within toxins: implication for their use as scaffolds for protein engineering. Protein Sci., 12,266−277.

8. Kini, R.M. (2002) Molecular moulds with multiple missions: functional sites in three-finger toxins. Clin Exp Pharmacol Physiol, 29,815−822.

9. Tsetlin, V. (1999) Snake venom alpha-neurotoxins and other 'three-finger' proteins. Eur J Biochem, 264,281−286.

10. Hall, Z.W. (1999) Alpha neurotoxins and their relatives: foes and friends? Neuron, 23,45.

11. Kumar, T.K.S., Jayaraman, G., Lee, C.S., Arunkumar, A.I., Sivaraman, TM Samuel, D., & Yu, C. (1997) Snake venom cardiotoxins-structure, dynamics, function and folding. J. Biomol Struct Dyn, 15,431−463.

12. Kumar, T.K.S., Pandian, S.T.K., Jayaraman, G., Peng, H. -J., & Yu, C. (1999) Understanding the Structure? Function and Folding of Cobra Toxins. Proc. Natl. Sci Counc, 23,1−19.

13. Fletcher, J.E., Hubert, M., Wieland, S. J" Gong, Q.H., & Jiang, M.S. (1996) Similarities and differences in mechanisms of cardiotoxins, melittin and other myotoxins. Toxicon, 34, 1301−1311.

14. Lin, S.R., Chang, L.S., & Chang, K.L. (2002) Separation and structure-function studies of Taiwan cobra cardiotoxins. J. Protein Chem, 21, 81−86.

15. Iwaguchi, T., Takechi, M., & Hayashi, K. (1985) Cytolytic activity of cytotoxin isolated from Indian cobra venom against experimental tumor cells. Biochem Int., 10,343−349.

16. Hinman, C.L., Jiang, X.L., & Tang, H.P. (1990) Selective cytolysis by a protein toxin as a consequence of direct interaction with the lymphocyte plasma membrane. Toxicol Appl Pharmacol, 104,290−300.

17. Stevens-Truss, R., Messer, W.S., Jr., & Hinman, C.L. (1996) Heart and T-lymphocyte cell surfaces both exhibit positive cooperativity in binding a membrane-lytic toxin. J Membr. Biol, 150, 113−122.

18. Dubovskii, P.V., Dementieva, D. V" Bocharov, E.V., Utkin, Y.N., & Arseniev, A.S. (2001) Membrane binding motif of the P-type cardiotoxin. J Mol Biol, 305,137−149.

19. Dubovskii, P.V., Lesovoy, D.M., Dubinnyi, M.A., Konshina, A.G., Utkin, Y.N., Efremov, R.G., & Arseniev, A.S. (2006) Structure of cytotoxin I (CTI) from Naja Oxiana in complex with DPC micelle. Catalog: Protein Data Bank, 1ZAD.

20. Dufton, M.J. & Hider, R.C. (1991) In Snake Toxins pp. 259−302. Pergamon Press Inc., New York.

21. Harvey, A.L. (1991) In Handbook of Natural Toxins (Tu, A.T., ed), pp. 85−106. Marcel Dekker Ink., New York.

22. Vincent, J.P., Balerna, M., & Lazdunski, M. (1978) Properties of association of cardiotoxin with lipid vesicles and natural membranes. A fluorescence study. FEBS Lett, 85,103 108.

23. Aripov, T.F., Gasanov, S.E., Salakhutdinov, B.A., Rozenshtein, I.A., & Kamaev, F.G. (1989) Central Asian cobra venom cytotoxins-induced aggregation, permeability and fusion of liposomes. Gen Physiol Biophys, 8,459−473.

24. Chien, K.Y., Huang, W.N., Jean, J.H., & Wu, W.G. (1991) Fusion of sphingomyelin vesicles induced by proteins from Taiwan cobra (Naja naja atra) venom. Interactions of zwitterionic phospholipids with cardiotoxin analogues. J Biol Chem, 266,3252−3259.

25. Batenburg, A.M., Bougis, P.E., Rochat, H., Verkleij, A.J., & de Kruijff, B. (1985) Penetration of a cardiotoxin into cardiolipin model membranes and its implications on lipid organization. Biochemistry, 24,7101−7110.

26. Carbone, M.A. & Macdonald, P.M. (1996) Cardiotoxin II segregates phosphatidylglycerol from mixtures with phosphatidylcholine: (31)P and (2)H NMR spectroscopic evidence. Biochemistry, 35,3368−3378.

27. Hucho, F. & Schiebler, W. (1977) Biochemical investigations of ionic channels in excitable membranes. Mol Cell Biochem, 18,151−172.

28. Nirthanan, S. & Gwee, M.C. (2004) Three-finger alpha-neurotoxins and the nicotinic acetylcholine receptor, forty years on. J Pharmacol Sci, 94,1−17.

29. Young, H.S., Herbette, L.G., & Skita, V. (2003) Alpha-bungarotoxin binding to acetylcholine receptor membranes studied by low angle X-ray diffraction. Biophys J, 85,943−953.

30. Saez-Briones, P., Krauss, M., Dreger, M., Herrmann, A., Tsetlin, V.I., & Hucho, F. (1999) How do acetylcholine receptor ligands reach their binding sites? Eur. J Biochem, 265, 902−910.

31. Rule, G.S. & Hitchens, T.K. (2006) Fundamentals of Protein NMR Spectroscopy. Springer, Pittsburgh.

32. Grisshammer, R., Buchanan, S.K., & et al. (2006) Structural Biology of Membrane Proteins. RSCPublishing, Cambridge.

33. Dufourc, E.J., Mayer, C., Stohrer, J., Althoff, G., & Kothe, G. (1992) Dynamics of phosphate head groups in biomembranes. Comprehensive analysis using phosphorus-31 nuclear magnetic resonance Iineshape and relaxation time measurements. Biophys J, 61, 42−57.

34. Ziegler, A., Blatter, X.L., Seelig, A., & Seelig, J. (2003) Protein transduction domains of HIV-1 and SIV TAT interact with charged lipid vesicles. Binding mechanism and thermodynamic analysis. Biochemistry, 42,9185−9194.

35. Геннис, Р. (1997) Биомембраны. Молекулярная структура и функции. Мир.

36. Auger, М. (2000) Biological membrane structure by solid-state NMR. Curr. Issues Mol Biol, 2,119−124.

37. Watts, A. (1998) Solid-state NMR approaches for studying the interaction of peptides and proteins with membranes. Biochim. Biophys Acta, 1376,297−318.

38. Sue, S.C., Rajan, P.K., Chen, T.S., Hsieh, C.H., & Wu, W. (1997) Action ofTaiwan cobra cardiotoxin on membranes: binding modes of a beta-sheet polypeptide with phosphatidylcholine bilayers. Biochemistry, 36,9826−9836.

39. Brumm, T., Mops, A., Dolainsky, C, Bruckner, S., & Bayerl, T.M. (1992) Macroscopic orientation effects in broadline NMR-spectra of model membranes at high magnetic filed strength. Biophys J, 61, 1018−1024.

40. Picard, F., Paquet, M.J., Levesque.J., Belanger, A., & Auger, M. (1999) 31P NMR first spectral moment study of the partial magnetic orientation of phospholipid membranes. Biophys J, 77,888−902.

41. Jansson, M., Thurmond, R.L., Trouard, T.P., & Brown, M.F. (1990) Magnetic alignment and orientational order of dipalmitoylphosphatidylcholine bilayers containing palmitoyllysophosphatidylcholine. Chem Phys Lipids, 54, 157−170.

42. Jansson, M., Thurmond, R.L., Barry, J.A., & Brown, M.F. (1992) Deuterium NMR study of intrmolecular interactions in Lamellar phases containing palmitoyllysophosphatidylcholine. J Phys Chem, 96,9532−9544.

43. Sternin, E., Schafer, H., PoIozovJ.V., & Gawrisch, K. (2001) Simultaneous determination of orientational and order parameter distributions from NMR spectra of partially oriented model membranes. J Magn Reson, 149,110−113.

44. Seelig, J., Borle, F., & Cross, T. A. (1985) Magnetic ordering of phospholipid membranes. Biochim Biophys Acta, 814,195−198.

45. Smith, S.A., Levante, T.O., Meier, B.H., & Ernst, R.R. (1994) Computer-simulations in magnetic-resonance an object-oriented programming approach. Journal of Magnetic Resonance, 106, 75−105.

46. Bak, M., Rasmussen, J.T., & Nielsen, N.C. (2000) SIMPSON: a general simulation program for solid-state NMR spectroscopy. J Magn Reson, 147,296−330.

47. Massiot, D., Fayon, F., Capron, M., King, I., Le Calve, S., Alonso, B., Durand, J. -0., Bujoli, B., Gan, Z., & Hoatson, G. (2002) Modelling one- and two-dimentional solid-state NMR spectra. Magnetic Resonance in chemistry, 40,70−76.

48. Malcolm, I.C., Wu, Y.Z., & Higinbotham, J. (2003) The simulation of 3IP NMR line shapes of lipid bilayers using an analytically soluble model. Solid State Nucl. Magn Reson, 24,1−22.

49. Seelig, J. (1978) 31P nuclear magnetic resonance and the head group structure of phospholipids in membranes. Biochim Biophys Acta, 515,105−140.

50. Wohlgemuth, R., Waespe-Sarcevic, N., & Seelig, J. (1980) Bilayers of phosphatidylglycerol. A deuterium and phosphorus nuclear magnetic resonance study of the head-group region. Biochemistry, 19,3315−3321.

51. Vitkova, V., Meleard, P., Pott, Т., & Bivas, I. (2006) Alamethicin influence on the membrane bending elasticity. Eur. Biophys J., 35,281−286. 60. de Kruijff, B. (1997) Lipid polymorphism and biomembrane function. Curr. Opin Chem Biol., 1,564−569.

52. Ranee, М. & Byrd, R.A. (1983) Obtaining High-Fidelity Spin-½ Powder Spectra in Anisotropic Media: Phase-Cycled Hahn Echo Spectroscopy. Journal of Magnetic Resonance, 52,221−240.

53. Bystrom, T., Strandberg, E., Kovacs, F.A., Cross, T.A., & Lindblom, G. (2000) Influence of transmembrane peptides on bilayers of phosphatidylcholines with different acyl chain lengths studied by solid-state NMR. Biochim Biophys Acta, 1509,335−345.

54. El Jastimi, R., Edwards, K., & Lafleur, M. (1999) Characterization of permeability and morphological perturbations induced by nisin on phosphatidylcholine membranes. Biophys J, 77,842−852.

55. Morein, S., Strandberg, E., Killian, J.A., Persson, S., Arvidson, G., КоерреД.Е., & Lindblom, G. (1997) Influence of membrane-spanning alpha-helical peptides on the phase behavior of the dioleoylphosphatidylcholine/water system. Biophys J, 73,3078−3088.

56. Bonev, B.B., Gilbert, R.J., Andrew, P. W" Byron, O., & Watts, A. (2001) Structural analysis of the protein/lipid complexes associated with pore formation by the bacterial toxin pneumolysin. J Biol Chem, 276,5714−5719.

57. Naito, A., Nagao, T., Obata, M., Shindo, Y., Okamoto, M., Yokoyama, S., Tuzi, S., & Saito, H. (2002) Dynorphin induced magnetic ordering in lipid bilayers as studied by (31)P NMR spectroscopy. Biochim Biophys Acta, 1558,34−44.

58. Fenske, D.B. & Jarrell, H.C. (1991) Phosphorus-31 two-dimensional solid-state exchange NMR. Application to model membrane and biological systems. Biophys. J, 59, 55−69.

59. Schafer, H., Madler, B., & Sternin, E. (1998) Determination of orientational order parameters from 2H NMR spectra of magnetically partially oriented lipid bilayers. Biophys J, 74,1007−1014.

60. Helfrich, W. (1973) Lipid bilayer spheres: deformation and birefringence in magnetic fields. Physics Letters, 43a, 409−410.

61. Qiu, X., Mirau, P.A., & Pidgeon, C. (1993) Magnetically induced orientation of phosphatidylcholine membranes. Biochim Biophys Acta, 1147,59−72. 71. Meleard, P., Gerbeaud, C., Pott, Т., Fernandez-Puente, L., Bivas, I., Mitov, M.D. ,

62. Dufourcq, J., & Bothorel, P. (1997) Bending elasticities of model membranes: influences of temperature and sterol content. Biophys J, 72,2616−2629.

63. Pinheiro, T.J. & Watts, A. (1994) Lipid specificity in the interaction of cytochrome с with anionic phospholipid bilayers revealed by solid-state 31P NMR. Biochemistry, 33,24 512 458.

64. Hayer-Hartl, M., Brophy, P.J., Marsh, D" & Watts, A. (1993) Interaction of two complementary fragments of the bovine spinal cord myelin basic protein with phosphatidylglycerol bilayers, studied by 2H and 3IP NMR spectroscopy. Biochemistry, 32,9709−9713.

65. Spooner, P.J. & Watts, A. (1991) Reversible unfolding of cytochrome с upon interaction with cardiolipin bilayers. 2. Evidence from phosphorus-31 NMR measurements. Biochemistry, 30,3880−3885.

66. Marassi, F.M. & Macdonald, P.M. (1991) Response of the headgroup of phosphatidylglycerol to membrane surface charge as studied by deuterium and phosphorus-31 nuclear magnetic resonance. Biochemistry, 30,10 558−10 566.

67. Seelig, J., Macdonald, P.M., & Scherer, P.G. (1987) Phospholipid head groups as sensors of electric charge in membranes. Biochemistry, 26, 7535−7541.

68. Roux, M., Neumann, J.M., Hodges, R.S., Devaux, P. F" & Bloom, M. (1989) Conformational changes of phospholipid headgroups induced by a cationic integral membrane peptide as seen by deuterium magnetic resonance. Biochemistry, 28,23 132 321.

69. Hori, Y., Demura, M., Niidome, T., Aoyagi, H., & Asakura, T. (1999) Orientational behavior of phospholipid membranes with mastoparan studied by 31P solid state NMR. FEBSLett, 455,228−232.

70. Naito, A., Nagao, T., Norisada, K., Mizuno, T., Tuzi, S., & Saito, H. (2000) Conformation and dynamics of melittin bound to magnetically oriented lipid bilayers by solid-state (31)P and (13)C NMR spectroscopy. Biophys J, 78,2405−2417.

71. Picard, F., Pezolet, M., Bougis, P.E., & Auger, M. (2000) Hydrophobic and Electrostatic Cardiotoxin-Phosphilipid Interaction as seen by Solid-StateNMRSpectmscopy. Canadian Journal of Analytical Sciences and Spectroscopy, 45,72−83.

72. McCabe, A.E. & Wassal, S.R. (1997) Rapid deconvolution of NMR powder spectra by weighted fast Fourier transformation. Solid State Nucl Magn Reson, 10,53−61.

73. Bloom, M., Davis, J.H., & Mackay, A.L. (1981) Direct dtermination of the oriented sample NMR spectrum from the powder spectrum with local axial symmetry. Chemical Physics Letters, 80,198−202.

74. Schafer, H., Madler, B., & Volke, F. (1995) De-pake-ing of NMR powder spectra by nonnegative least-squares analysis with Tikhonov regularization. J Magn Reson, 116, 145−149.

75. Smith, S.A., Levante, T.O., Meier, B.H., & Ernst, R.R. (2004) Computer-simulations in magnetic-resonance an object-oriented programming approach. Journal of Magnetic Resonance, 106,75−105.

76. Bocharov, E.V., Lyukmanova, E.N., Ermolyuk, Y.S., Schulga A.A., PIuzhnikov, K.A. ,

77. Dolgikh, D.A., Kirpichnikov, M.P., & Arseniev, A.S. (2003) Resonance assignment of 13C/I5N labeled snake neurotoxm II from Naja ox, ana Resm? ^ 247−254.

78. Dubovskii, P.V., Lesovoy, D.M., Dubinnyi, M.A., Utkin, Y.N., & Arseniev, A.S. (2003) Interaction of the P-type cardiotoxin with phospholipid membranes. Eur. J. Biochem, 270,2038−2046.

79. Piotto, M., Saudek, V., & SkIenar, V. (1992) Gradient-tailored excitation for single-quantum NMR spectroscopy of aqueous solutions. J Biomol NMR, 2,661−665.

80. Lippens, G., Dhalluin, C., & Wieruszeski, J.M. (1995) Use of a water flip-back pulse in the homonuclear NMR spectroscopy of aqueous solutions. J Biomol NMR, 5,327−331.

81. В artels, C., Xia, T., BiIleter, M., Guntert, P., & Wuthrich, K. (1995) The program XEASY for computer-supported NMR spectral analysis of biological macromolecules. Biomol. NMR, 6,1−10.

82. Dubinnyi, M.A., Dubovskii, P.V., Utkin, I., Simonova, T.N., Barsukov, L.I., & Arsen’ev, A.S. (2001) HSR study of the interaction of cytotoxin II with model membranes]. Bioorg Khim, 27, 102−113.

83. Beschiaschvili, G. & Seelig, J. (1990) Melittin binding to mixed phosphatidylglycerol/phosphatidylcholine membranes. Biochemistry, 29, 52−58.

84. Seelig, J. (1997) Titration calorimetry of lipid-peptide interactions. Biochim Biophys Acta, 1331, 103−116.

85. Schwarz, G. & Beschiaschvili, G. (1989) Thermodynamic and kinetic studies on the association of melittin with a phospholipid bilayer. Biochim. Biophys Acta, 979, 82−90.

86. Korchuganov, D.S., Nolde, S.B., Reibarkh, M.Y., Orekhov, V.Y., Schulga, A.A., Ermolyuk, Y.S., Kirpichnikov, M.P., & Arseniev, A.S. (2001) NMR study of monomer-dimer equilibrium of barstar in solution. J. Am Chem Soc., 123,2068−2069.

87. Dubinnyi, M.A., Lesovoy, D.M., Dubovskii.P.V., Chupin, V.V., & Arseniev, A.S. (2006) Modeling of 31P-NMR spectra of magnetically oriented phospholipid liposomes: A new analytical solution. Solid State Nucl Magn Re son, 29,305−311.

88. Berendsen, H.J.C., van der Spoel, D., & van Drunen, R. (1995) GROMACS. Сотр. Phys Comm, 91,43−56. 100. van Gunsteren, W.F. & Berendsen, H.J.C. (1987) Gromos-87 manual. Biomos BV Nijenborgh, 4,9747.

89. Efremov, R.G., Volynskii, P.E., Nolde, D.E., Dubovskii, P. V" & Arseniev, A.S. (2001) Implicit two-phase solvation model as a tool to assess conformation and energetics in membrane-mimic media. Theor. Chem Acc, 106,48−54.

90. Efremov, R.G., Nolde.D.E., Vergoten.G., & Arseniev, A.S. (1999) A solvent model for simulations of peptides in bilayers. I. Membrane-promoting alpha-helix formation. Biophys J, 76,2448−2459.

91. Mezei, M. & Beveridge, D.L. (1986) Free energy simulations. Ann N Y. Acad Sci., 482, 1−23.

92. Efremov, R.G., Volynsky, P.E., Nolde, D.E., Dubovskii, P.V., & Arseniev, A.S. (2002)1. teraction of cardiotoxins with membranes: a molecular modeling study. Biophys J, 83, 144−153.

93. Furet, P., Sele, A., & Cohen, N.C. (1988) 3D molecular lipophilicity potential profiles: a new tool in molecular modelling. J. Mol Graphics, 6,182−200.

94. Honig, B., Sharp, K.A., & Yang, A.S. (1993) Macroscopic models of aqueous solutions: biological and chemical applications. J Phys Chem, 97, 1101−1109.

95. Elremov, R.G. & Vergoten, G. (1995) Ilydrofobic nature of membrane-spanning alpha-helical peptides as revealed by Monte Carlo simulations and molecular hydrophobicity potential analysis. J. Phys. Chem, 99,10 658−10 666.

96. Picard, F., Pezolet, M., Bougis, P.E., & Auger, M. (1996) Model of interaction between a cardiotoxin and dimyristoylphosphatidic acid bilayers determined by solid-state 3IP NMR spectroscopy. Biophys J, 70, 1737−1744.

97. Bychkova, V.E., Dujsekina, A.E., Klenin, S.l., Tiktopulo, E.I., Uversky, V.N. ,& Ptitsyn, O.B. (1996) Molten globule-like state of cytochrome с under conditions simulating those near the membrane surface. Biochemistry, 35,6058−6063.

98. Antil, S., Servent, D., & Menez, A. (1999) Variability among the sites by which curaremimetic toxins bind to torpedo acetylcholine receptor, as revealed by identification of the functional residues of alpha-cobratoxin. J Biol Chem, 21 A, 34 851−34 858.

99. Уткин, Ю.Н., Цетлин, В.И., & Хухо, Ф. (1999) Структурная организация никотиновых холинергических рецепторов. Биологические мембраны, 16,118−134.

100. Hucho, F. & Weise, C. (2001) Ligand-Gated Ion channels. Angew Chem Int, 40,3100−3116.

101. Teixeira-Clerc, F., Menez, A., & Kessler, P. (2002) How do short neurotoxins bind to a muscular-type nicotinic acetylcholine receptor? J. Biol. Chem, 277,25 741−25 747.

102. Bourne, Y., Talley, T.T., Hansen, S.B., Taylor, P., & Marchot, P. (2005) Crystal structure of a Cbtx-AChBP complex reveals essential interactions between snake alpha-neurotoxins and nicotinic receptors. EMBOJ, 24, 1512−1522.

103. Kaiser, E.T. & Kezdy, F.J. (1984) Amphiphilic secondary structure: design of peptide hormones. Science, 223,249−255.

104. Bader, R. & Zerbe, 0. (2005) Are hormones from the neuropeptide Y family recognized by their receptors from the membrane-bound state? Chembiochem, 6, 1520−1534.

105. Lee, S.Y. & MacKinnon, R. (2004) A membrane-access mechanism of ion channel inhibition by voltage sensor toxins from spider venom. Nature, 430,232−235.

106. Garcia, M.L. (2004) Ion channels: gate expectations. Nature, 430,153−155.

107. Suchyna, T.M., Tape, S.E., Koeppe, R.E., Andersen, O.S., Sachs, F., & Gottlieb, P.A. (2004) Bilayer-dependent inhibition of mechanosensitive channels by neuroactive peptide enantiomers. Nature, 430,235−240.

108. Dai, Q., Zajicek, J., Castellino, F.J., & Prorok, M. (2003) Binding and orientation of conantokins in PL vesicles and aligned PL multilayers. Biochemistry, 42,12 511−12 521.

109. Schwyzer, R. (1995) 100 years lock-and-key concept: are peptide keys shaped and guided to their receptors by the target cell membrane? Biopolymers, 37,5−16.

110. Sargent, D.F. & Schwyzer, R. (1986) Membrane lipid phase as catalyst for peptide-receptor interactions. Proc Natl. Acad Sci. U. S A, 83,5774−5778.

111. Sargent, D.F., Bean, J.W., & Schwyzer, R. (1988) Conformation and orientation of regulatory peptides on lipid membranes. Key to the molecular mechanism of receptor selection. Biophys Chem, 31, 183−193.

112. Castanho, M.A. & Fernandes, M.X. (2006) Lipid membrane-induced optimization for ligand-receptor docking: recent tools and insights for the «membrane catalysis» model. Eur. Biophys J, 35,92−103.

113. Lopes, S.C., Fedorov, A., & Castanho, M.A. (2005) Lipidic membranes are potential «catalysts» in the Iigand activity of the multifunctional pentapeptide neokyotorphin. Chembiochem, 6,697−702.

114. Kristiansen, P.E., Fimland, G., Mantzilas, D., & Nissen-Meyer, J. (2005) Structure and mode of action of the membrane-permeabilizing antimicrobial peptide pheromone plantaricin A. J Biol Chem, 280,22 945−22 950.

115. Makriyannis, A., Tian, X., & Guo, J. (2005) How lipophilic cannabinergic ligands reach their receptor sites. Prostaglandins Other Lipid Mediat, 77,210−218.

116. Mason, R.P. & Chester, D. W. (1989) Diffusional dynamics of an active rhodamine-labeled 1,4-dihydropyridine in sarcolemmal lipid multibilayers. Biophys J, 56, 1193−1201.

117. Herbette, L.G., Rhodes, D.G., & Mason, R.P. (1991) New approaches to drug design and delivery based on drug-membrane interactions. Drug Des Dehv, 7,75−118.

Заполнить форму текущей работой